Analisis De Acrbohidratos

10 ANALISIS DE CARBOHIDRATOS
10.1 CARBOHIDRATOS TOTALES 
10.1.1 Método del fenol-sulfúrico (Dubois
et al 
, 1956)
Preparar una solución o suspensión de la muestra en agua, procurando que loscarbohidratos se encuentren en el intervalo de sensibilidad del método (10-100
µ
g/mL).En tubos de ensaye perfectamente etiquetados, colocar 1 mL de la solución o suspensiónacuosa de la muestra.Paracada tubo adicionar 0.6 mL de una solución acuosa de fenol al 5%. Mezclandoperfectamente, adicionar cuidadosamente 3.6 mL de ácido sulfúrico concentrado,homogeneizar.
NOTA. Realizar todo el procedimiento para un tubo antes de seguir con el siguiente.
Dejar enfriar la mezcla a temperatura ambiente (aproximadamente 30 min.) ydeterminar la intensidad del color naranja obtenido en un colorímetro a 480nm, frente aun blanco preparado de la misma manera utilizando agua.Calcular la cantidad de carbohidratos presentes en la muestra a partir de una curvapatrón preparada con el carbohidrato de interés en el intervalo del método (10-100
µ
g deglucosa/mL), tratada de la misma manera que el problema.
10.2 ANÁLISIS DE POLISACARIDOS 
10.2.1 Determinación de fibra dietética (985.29)
Correr un blanco alo largo de toda la determinación.Pesar por 1g de muestra (exactitud de 0.1g) en matraces de 500 mL. El peso de lasmuestras no debe diferir en más de 20 mg.Adicionar 50 mL de buffer de fosfatos 0.08M pH 6 0, Medir pH y ajustar a pH 6± 0.2 si esnecesario.Adicionar 0.1 mL de la solución de amilasa y cubrir el matraz con papel aluminio,colocar el matraz en un baño a ebullición durante 15 min. Agitarsuavemente cada 5minutos. Verificar con termómetro que los matraces mantengan 95-100°C durante 15minutos. Enfriar a temperatura ambiente
Ajustar a pH 7.5± 0.2 adicionando 10 mL de NaOH 0.275N, agregar 5 mg de proteasa(disolver 50 mg de proteasa en 1mL de buffer de fosfatos. Adicionar 0.1mL de lasolución a cada matraz). Cubrir el matraz con papel aluminio y colocarlos en un baño a60°C por 30minutos con agitación continua.Enfriar a temperatura ambiente, adicionar 10 mL de HCL 0.325N. Ajustar el pH a 4.0-4.6, adicionar 0.1mL de amiloglucosidasa, incubar a 60°C por 30 minutos con agitacióncontinua.Adicionar 280 mL de etanol 95% precalentado a 60°C (medir el volumen antes decalentar). Dejar en reposo 1 hPesar el crisol conteniendo la celita, humedecer y redistribuir la cama de celitaconetanol 78%. Aplicar succión.Mantener la succión y cuantitativamente transferir el precipitado de la digestiónenzimática. Lavar el residuo con 3 porciones de 20 mL de etanol 78%, lavar con 2porciones de 10 mL de etanol 95%, lavar con 2 porciones de 10 mL de acetona, si seforma una forma una goma, mover con la espátula para mejorar la filtraciónSecar el crisol conteniendo el residuo toda la noche a70°CEnfriar en desecador y pesar
Restar el peso del crisol con la celita para conocer el peso del residuoAnalizar proteína a uno de los crisoles, analizar cenizas al otro crisol. Corregir el residuorestándole las cenizas y proteína correspondiente.
10.2.2 ALMIDÓN
10.2.2.1
 
Extracción selectiva de almidón (Southgate, 1991)
10.2.2.1.1
 
Con cloruro de calcio (recomendado para el análisispolarométrico del almidón).
Colocar 2-50g de muestra en un matraz Erlenmeyer y formar una pasta con 10 mL de agua.Adicionar 50 mL de solución de cloruro de calcio ácida (620 g CaCl
2
6H
2
O en 180 mL deagua, con 18 g de acetato de sodio trihidratado en 20 mL de agua, ajustar el pH a 2-3 conácido acético) y calentar en autoclave a 120 °C por 10 min.Enfriar la mezcla en un baño de agua fría ytransferir a un matraz aforado de 100 mL,utilizando solución de cloruro de calcio hasta un volumen cercano a 90 mL. Adicionar 2 mL
de reactivo de Carrez I y mezclar bien, adicionar 2 mL de solución de Carrez II, agitarnuevamente y llevar a la marca con solución de cloruro de calcio.Filtrar a través de papel Whatman No 541, el filtrado debe ser claro. En esta solución seencuentra el almidón disuelto....